Background
Using synthetic biology methods, the Escherichia coli K-12 genome was reduced by making a series of planned, precise deletions. The multiple-deletion series (MDS™) strains (1), with genome reduction of up to 15%, were designed by identifying non-essential genes and sequences for elimination, including recombinogenic or mobile DNA and cryptic virulence genes, while preserving robust growth and protein production. Genome reduction also led to unanticipated beneficial properties, including high electroporation efficiency and accurate propagation of recombinant genes and plasmids that are unstable in other strains. Subsequent deletions and introduction of useful alleles produce strains suitable for many molecular biology applications.
Figures
Figure 1: Multiple Deletion Strains tolerate "deleterious” genes. A chimeric gene composed of VP60 of rabbit hemorrhagic disease virus fused to the B subunit of cholera toxin (CTX) was very unstable in E. coli. Individually, both genes were stable in E. coli HB101, C600 and DH10B, but pCTXVP60 carrying the fusion gene in the same hosts did not produce fusion protein and was recovered in low yields. All recovered plasmids contained mutations in the CTXVP60 open reading frame, virtually all resulting from IS insertions. In contrast, the recombinant plasmid was completely stable in MDS™; normal yields of plasmid DNA were obtained. Representative restriction patterns of pCTXVP60. (A) Plasmid DNA from MDS™42 was transformed and propagated in the indicated host, then digested with NcoI and EcoRI. A representative of each restriction pattern was purified and sequenced. M, molecular weight marker, 1 kbp ladder; 1, MDS™41, no insertion; 2, MDS™42, no insertion; 3, DH10B, IS10 insertion; 4, DH10B, IS10 insertion/deletion; 5, C600, IS5 insertion; 6, C600, IS1 insertion; 7, C600, IS1 insertion. (B) Relative position of the IS element insertion sites in the CTXVP60 reading frame determined for the five examples presented. Figure 2: Plasmid stability in different host strains. Left: during four subcultures of pT-ITR, a plasmid with viral LTR segments; Lane 0, isolated plasmid DNA before subculture, lanes 1-4, successive subcultures. Plasmid DNA was digested with restriction enzymes and analyzed by agarose gel electrophoresis. KpnI cuts the plasmid at a single site, but in MG1655 two bands indicate a deletion in the plasmid. MscI cuts at two locations, but in MG1655 a third intermediate band confirms that the plasmid is deleted. Right: Stability of four variants of a Lentiviral expression plasmid in MDS™42 ΔrecA and Stbl3™ (Life Technologies), showing the proportion of transformants containing intact plasmids (Table 2 BioTechniques 43:466-470 (October 2007))(2).
Specifications
Kit Components MDS™42 ΔrecA Electrocompetent Cells pUC19 Control DNA (10 pg/µl) SOC Medium Genotypes MG1655 multiple-deletion strain (1), ΔrecA. Quality Control Transformation efficiency is tested using pUC19 control DNA, performed in duplicate. Transformed cells are plated on LB plates containing 50 μg/ml carbenicillin. Transformation efficiency is ≥1x108 cfu/μg DNA. Storage Conditions Store components at –80°C. Do not store cells in liquid nitrogen.
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Support
Product Manuals MDS™42 ΔrecA Electrocompetent Cell Kit Reports E. coli Host Case Study ScarabXpress®-1 (T7 lac) Yields 12X More Protein Than BL21(DE3) Papers
- Pósfai G, et al., (2006) Emergent properties of reduced-genome Escherichia coli. Science 312:1044-6.
- Chacko S. Chakiath, CS & Esposito, D (2007): Improved recombinational stability of lentiviral expression vectors using reduced-genome Escherichia coli. BioTechniques 43:466-470.
Patents & Disclaimers
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1,CCK-8能否对活细胞进行染色?
不能。因为CCK-8的主要成分是一种水溶性的四唑盐(WST-8),并通过电子载体PMS将活细胞中的电子交换到培养基中的WST8上。由于生成的甲臜也是高度水溶性的,因此CCK-8不能对细胞进行染色。
2,CCK-8检测溶液对细胞是否有毒?
CCK-8溶液自身因为高浓度的PMS的存在而具有一点毒性。但是,加到培养基中的CCK-8是没有毒性的,因为被稀释了10倍。因此,长时间的培养,如过夜或者培养数天是可以的。同一个细胞培养液在CCK-8检测后还可以用于其他细胞增殖检测,如结晶紫检测,中性红检测或者DNA荧光检测等。由于每种细胞对于CCK-8的耐受力都不同,因此在需要进行长时间培养时,先检测一下细胞在加入CCK-8培养后的活力。
3,在做加药实验时,药物对测定是否有影响?如何解决?
有时会有影响。如果药物具有还原性,会和CCK8发生显色反应,增加吸光度。解决办法:首先要确认药物是否有吸收,在含有药物的培养基中加入CCK-8,测定450nm的吸光度,如果它的吸光度比不含药物的培养基(加CCK-8)的吸光度高,则证明药物有影响,可在加CCK-8之前更换培养基,去掉药物的影响。
4,每次测定的数值不一样,是什么原因?如何解决?
可能会有以下几个原因:1.当在培养箱内培养时,培养板最外一圈的孔最容易干燥挥发,由于体积不准确而增加误差。一般情况下,最外一圈的孔只加培养基,不作为测定孔用。2.有可能会因为CCK-8沾在壁上而产生误差,建议在加入CCK-8后,轻轻敲击培养板以帮助混匀。3.每孔的细胞数量过多或过少。请预先在1,000-100,000个/孔范围内摸索条件。
5,如何设定空白对照?
在不含细胞的培养基中加入CCK-8,培养一定的时间,测定450nm的吸光度即为空白对照。在做加药实验(细胞毒性实验)时,还应考虑药物的吸收,可在不含细胞,加入药物的培养基中加入CCK-8,培养一定的时间,测定450nm的吸光度作为空白对照。
6,哪些物质会影响CCK8的测定?
当有还原性物质存在时会影响CCK-8的测定,例如含有维生素C的Glucose等(一般培养基中的量不多,酚红或血清不影响测定)。在有酚红存在的情况下,会增加空白吸收,但不影响测定,扣除空白吸收即可。
7,在实验中吸光度值太高,如果不能减少细胞数量,如何解决?
可以缩短加入CCK-8后的培养时间。例如:可以把加入CCK-8试剂后的培养时间由2小时缩短为1小时。
8,设定参比波长的目的是什么?必须设定吗?
不一定要设定。CCK-8试剂在参比波长没有吸光度。设定参比波长的目的是为了取出由于样品混浊所带来的吸收。
9,说明书上仅写了96孔板的测定方法,如果使用24孔板或12孔板,应该加多少量CCK-8试剂?
一般情况下建议加入CCK-8试剂的量是培养基体积的1/10。
10,在CCK-8显色过程中,如何终止反应?
有一下几种方法(96孔板):①在显色反应后,将培养板放置4℃冰箱内。②每孔加10μl0.1MHCL溶液。③每孔加10μl的1%(w/v)的SDS(十二烷基硫酸钠)溶液。注意:反应停止后,应在24小时之内测定。
11,必须预培养细胞吗?
不一定。如果要向保持细胞的最好状态,建议预培养细胞。如果不做细胞预培养,细胞内的脱氢酶可能会不稳定。也有人不做细胞预培养,但在做标准曲线和检测时需要统一检测条件。
以上内容来自英格恩生物CCK8试剂盒
EdU是一种胸腺嘧啶核苷类似物,能够在细胞增殖时期代替T渗入正在复制的DNA分子,通过基于EdU与Apollo®荧光染料的特异性反应检测DNA复制活性,通过检测EdU标记便能准确地反映细胞的增殖情况。与BrdU检测方法相比,EdU检测方法更快速、更灵敏、更准确。EdU检测染料只有BrdU抗体大小的1/500,在细胞内很容易扩散,无需DNA变性(酸解、热解、酶解等)即可有效检测,可有效避免样品损伤,在细胞和组织水平能更准确地反映细胞增殖等现象。
1,如果加入的药物中含有金属,是否会有影响?
金属对CCK-8显色有影响。当终浓度为1Mm的氯化亚铅、氯化铁、硫酸铜会抑制5%、15%、90%的显色反应,使灵敏度降级。如果终浓度是10Mm的话,将会100%抑制。
2,CCK-8试剂的保存条件?
在避光条件下CCK-8试剂在4℃可保存一年。如果需要保存较长时间的话,推荐在-20℃下保存。但是CCK-8若反复解冻和冰冻将会增加空白吸收,从而影响检测结果,若经常使用可将试剂存放在4℃冰箱内保存。
3,预培养后,更换培养基需要细胞计数吗?
一般情况下用胰蛋白酶处理对数增长期的细胞,用血球计数盘计数,制备成一定浓度的细胞悬液即可。如果想要精密计数细胞的话,可以预培养后取培养基用血球计数盘进行计数。
4,CCK-8对于不同的细胞,灵敏度是否一样?
不一样,悬浮细胞与贴壁细胞相比较难染色。对于贴壁细胞,一般加入CCK-8培养1-4小时吸光度已经很高,但对于悬浮细胞则可能吸光度较低,可以通过延长CCK-8的加入时间或增加细胞数量来解决。
5,悬浮细胞和贴壁细胞在数量上有何区别?
悬浮细胞由于染色比较困那,一般需要增加细胞数量和延长培养时间。贴壁细胞染色比较容易,若细胞数量过大,有时吸光度会超过酶标仪的读数。
6,应该每次做标准曲线吗?
建议每次做。虽然细胞是一样的,但是细胞的状态不一定一样,对于状态不一样的细胞,建议每次做标准曲线。如果试剂的批号不一样,灵敏度可能会有轻微的差异,对于不同的批号建议分别做标准曲线。
7,有时在药物作用情况下,细胞已经死亡,但是脱氢酶的活性还在,是否能计算细胞数量?
不能。由于CCK-8是通过和细胞内的脱氢酶进行反应间接反映活细胞数量,如果细胞已经死亡,但脱氢酶的活性还在,则试剂测定的细胞数量将会比真实值高,不能真实反映活细胞数量,建议采用别的方法测定。
8,实验之前,是否需要先检测一下培养基和CCK-8是否会反应?
需要,可用一个孔检测一下,因为有培养基中可能含有氧化还原反应的物质,在正式实验之前有必要先确认培养基和CCK-8是否反应。一般正常在的OD值应该在0.4以下。
9,如果OD值太低,可以采取什么办法?
可以采取2个办法:①适当增加细胞数量。②延长加入CCK-8试剂后的染色时间。
以上内容来自英格恩生物CCK8试剂盒
方式:真核生物的分裂依据过程不同有三种方式,有有丝分裂,无丝分裂,减数分裂。其中有丝分裂是人、动物、植物、真菌等一切真核生物中的一种最为普遍的分裂方式,是真核细胞增殖的主要方式。减数分裂是生殖细胞形成时的一种特殊的有丝分裂。向左转|向右转
细胞增殖是评价细胞活性、代谢、生理和病理状况的重要指标。检测
1.MTT。
MTT法检测原理:活细胞线粒体中的琥珀酸脱氢酶能使MTT还原为水不溶性的蓝紫色结晶甲臜(Formazan),而死细胞无此功能。用DMSO溶解甲臜后在490nm波长处测定其吸光度值,可间接反映活细胞数量。在一定细胞数范围内,MTT结晶形成的量与细胞数成正比。
MTT法检测细胞增殖算是比较常用的方法了,价格便宜,不过其甲瓒产物不溶于水,需有机溶剂溶解后方可检测,其增加了工作量,同时对结果的准确性产生影响,重复性较差吧。
2.CCK8
CCK8检测原理:CCK8中的主要成分WST®-8能被细胞内的脱氢酶还原为水溶性的橙黄色甲臜,生成甲臜的量与细胞数成正比,可间接测定活细胞数量。
相比较于MTT而言,CCK8的灵敏度要更高,其生成的甲瓒产物溶于水,重复性和准确性上要优于MTT法,对于细胞的毒性较小,不过价格也是相比MTT要贵一截。
3.通过标记DNA检测细胞增殖的常用的大概是Brdu和EDU用的比较多。
Brdu是一种胸腺嘧啶核甘类似物,可代替胸腺嘧啶在DNA合成期(S期)参入正在复制的DNA中,之后我们通过抗Brdu的抗体与荧光二抗快速检测细胞的DNA复制活性。EDU也是一种胸腺嘧啶核苷类似物,能够在DNA复制时期代替胸腺嘧啶(T)渗入正在合成的DNA分子中,基于Apollo®荧光染料与EdU的特异性反应即可直接并准确地检测出DNA复制活性,类似于一种化学反应吧,而无需抗原抗体结合。
相比较而言,Brdu或者edu更适合用于siRNA、miRNA、小分子化合物及其药物筛选等。同时Brdu或者EDU也适用于小鼠,大鼠及其他动物模型的各种组织器官(血管除外)的细胞增殖检测。关于Brdu和EDU的各自优缺点可以参考下帖。具体问题具体分析吧,目前来看EDU检测越来越普遍吧。关于Brdu检测细胞增殖,一种可以使用免疫荧光通过Brdu-FITC与DAPI双染判断细胞的增殖情况。
一般对于细胞来说都是免疫荧光的常规步骤吧,只是需要一步盐酸进行变性DNA和中和。
1.细胞铺板24孔板或者6孔板。可以进行加药处理细胞
2.加入一定终溶度的BrdU继续培养一定的时间。随后弃去孔内溶液,PBS润洗3次。
3.4%多聚甲醛固定细胞30min,PBS再润洗3次
4.0.1%TritonX-100处理细胞15min后,接着PBS润洗3次
4。接着2MHCl处理30min,再加入0.1M的硼酸中和10min,PBS润洗3次。
5.滴加5%BSA室温封闭30min,弃去液体,滴加1:200稀释的BrdU一抗,4℃孵育过夜。
6.次日,弃去一抗,PBS润洗5次,在避光条件下,滴加1:50稀释FITC标记二抗,室温孵育1h后,PBS再润洗5次。
7.pbs洗5遍,滴加DAPI溶液,室温孵育5到10分钟,PBS洗5遍。
8.荧光显微镜观察。拍照。只是需要注意的是细胞固定这一块吧,如果细胞固定不好的话,细胞容易连在一起而无法分清S期和M期等。同时容易造成细胞碎片吧。
附张失败的图片。
文献中完美的图片:
图片来源:EthanolinducescytostasisofcorticalbasalProgenitors
4.关于EDU,目前一般都是拿试剂盒做的,操作简单方便。步骤相比Brdu而言,少了DNA变性,无需抗体孵育等环节。
如题。以及下面问题:
要检测转基因小鼠(不知道)和正常鼠细胞免疫的改变(T细胞)需要做那些实验?
细胞增殖是生物体生长、发育、繁殖和遗传的基础。
解析:细胞增殖是重要的细胞生命特征。
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